Edición Enero-Marzo 2014 / Volumen 12-Número 1

Pityriasis versicolor and Malassezia spp: A review

Marcela Clavellina Miller1, Gabriela Moreno Coutiño2

Biol. Alma Laura Sánchez Casillas1, Ramón F. Fernández Martínez2, Gabriela Moreno Coutiño2, Roberto Arenas3

RESUMEN:
Las levaduras del género Malassezia son parte de la flora normal de la piel y hasta ahora, se han identificado 14 especies: Malassezia furfur, M. pachydermatis, M. sympodialis, M. globosa, M. obtusa, M. restricta, M. slooffiae, M. dermatis, M. japonica, M. nana, M. yamatoensis, M. caprae, M. equina y M. cuniculi.
Pitiriasis versicolor es una infección superficial caracterizada por lesiones maculares, discrómicas y descamativas; su distribución es mundial, aunque tiene mayor prevalencia en regiones tropicales y subtropicales; y el estándar de oro para su diagnóstico es el examen directo.

PALABRAS CLAVE: Malassezia, pitiriasis versicolor, epidemiología.

ABSTRACT:
Yeasts of the Malassezia genus are present in the normal skin flora. So far, 14 species have been identified: Malassezia furfur, M. pachydermatis, M. sympodialis, M. globosa, M. obtusa, M. restricta, M. slooffiae, M. dermatis, M. japonica, M. nana, M. yamatoensis, M. caprae, M. equina and M. cuniculi.
Found worldwide, with a higher incidence in tropical and subtropical regions, pityriasis versicolor is a superficial infection consisting of hypochromic scaly macules. The gold standard in diagnosis is direct observation of spores and short filaments.

KEYWORDS: Malassezia, pitiriasis versicolor, epidemiology.

Introducción

Las levaduras del género Malassezia son parte de la microbiota normal de la piel humana y de numerosos animales homeotermos,1,7,8 pero a veces pueden volverse patógenos oportunistas que han sido relacionados con diversas dermatosis como dermatitis seborreica,pitiriasis versicolor, algunas formas de foliculitis, psoriasis, dermatitis atópica, papilomatosis reticulada confluente de Gougerot y Carteaud, eritema anular centrífugo, blefaritis seborreica marginal, intertrigo, acné neonatal y otras enfermedades sistémicas en humanos, así como otitis externa y dermatitis seborreica en animales, sobre todo en perros.2,3,4,5

El índice de colonización en niños es menor que en adultos. De hecho, la piel de los recién nacidos sanos y a término se coloniza durante el primer mes de vida mediante un proceso asintomático que no depende del estado de salud del infante.1,9 Las especies M. pachydermatis, M. caprae, M. equina. M. nana y M. cuniculi son parte de la flora normal de la piel de animales homeotermos10y en ocasiones, se han detectado en humanos que están en contacto con dichos animales (en particular, M. pachydermatis), de modo que forman parte de la microbiota cutánea humana sólo transitoriamente.

La epidemiología de Malassezia como agente etiológico de pitiriasis versicolor (PV) ha sido muy variable pues, a la fecha, de las 14 especies descritas, ocho han sido aisladas de las escamas de pacientes con pitiriasis versicolor, a veces en asociaciones de dos o hasta tres especies del género. Sin embargo, según la literatura mundial, la mayor parte de los estudios han aislado M. globosa, M. furfur y M. sympodialis,4,5,7,8,11,13,14,15,16,17,18,19,20,21 aunque en casos esporádicos se obtuvo M. pachydermatis de todos los sitios con lesión en pacientes con pitiriasis versicolor, confirmando su papel de agente causal por transferencia, incluso en recién nacidos.11,12

Historia y taxonomía

En 1846, Eichstedt describió, por primera vez, la asociación de un hongo con lesiones de pitiriasis versicolor; en 1853, Robin lo llamó Microsporon furfur; y para 1889, Baillon clasificó al hongo dentro del género Malassezia.

Muchos investigadores creyeron que la levadura y la forma micelial eran organismos distintos, por lo que los incluyeron en géneros diferentes: Pityrosporum para la forma levaduriforme y Malassezia para la forma micelial. Después, Sabouraud fue el primero en relacionar ambas formas y en 1927, Panja las clasificó como un mismo género.

La primera clasificación taxonómica oficial fue la del género Pityrosporum, integrado por dos especies, P. ovale y P. pachydermatis. En 1977, diversos investigadores lograron que las levaduras produjeran hifas in vitro y sus estudios permitieron unificar los dos géneros en 1986, incluyendo las especies Malassezia furfur y M. pachydermatis1,22,23 y así, durante mucho tiempo, el género Malassezia permaneció limitado a dos especies, una lipodependiente (M. furfur) y otra lipofílica no lipodependiente (M. pachydermatis).24

Ya en 1939, Benham explicó las dificultades para cultivar Malassezia al detectar que se necesitaba que el medio de cultivo debía contener una sustancia que favoreciera el crecimiento.23 Años después, entre 1960 y 1970, otra investigación reveló que, para desarrollarse, M. furfur requería de ácidos grasos saturados con más de 12 carbonos, pero menos de 20.25

En 1996, luego de comparar la secuenciación genética de la unidad grande de rRNA y realizar estudios complementarios de ADN nuclear, Guillot y Guého hicieron una revisión taxonómica del género en la que nombraron 7 especies de Malassezia.2,24

A la fecha, el género Malassezia está incluido en el filo Basidiomycota, subfilo Ustilaginomycotina, clase Exobasidiomycetes, orden Malasseziales, familia Malasseziaceae, e incluye 14 especies: Malassezia furfur, M. pachydermatis, M. sympodialis, M. globosa, M. obtusa, M. restricta, M. slooffiae, M. dermatis, M. japonica, M. nana, M. yamatoensis, M. caprae, M. equina y M. cuniculi.6,10

Pitiriasis versicolor: generalidades

PV es una infección fúngica superficial, benigna y recidivante que se caracteriza por lesiones maculares, discrómicas y finamente descamativas distribuidas, sobre todo, en tronco y miembros superiores,3y que puede manifestarse en dos formas clínicas: hiperpigmentada e hipopigmentada.6La mayoría de los pacientes desarrolla máculas de un mismo color y sólo unos pocos tienen lesiones de distintas tonalidades: rosada o marrón (localizadas, preferentemente, en zonas cubiertas) o blanca (presentes en superficies fotoexpuestas).13

Es una dermatosis de distribución mundial con mayor prevalencia en regiones tropicales y subtropicales, donde el clima húmedo y caliente favorece la colonización del hongo en la piel, hiperhidratación de la capa córnea por sudoración, y menor recambio celular como consecuencia del calor, todo lo cual podría explicar su mayor incidencia en los meses de verano.3,9,27

También se han descrito factores predisponentes que incluyen: aspectos extrínsecos como humedad y temperatura de la piel, oclusión (tipo de ropa), hiperhidrosis, desnutrición, uso de aceites, corticoterapia sistémica o inmunosupresores; e intrínsecos que abarcan la genética, infecciones crónicas (como tuberculosis), embarazo, diabetes mellitus y otras formas de inmunosupresión.3,12,13

Se han propuesto varias teorías para explicar la hipopigmentación de la piel. Una menciona el bloqueo de la transferencia del melanosoma al queratinocito y otra, la inhibición de melanina mediante producción de ácido azelaico y la acción de filtro UV de los productos indólicos del hongo. En cambio, se sugiere que la hiperpigmentación de las lesiones es consecuencia de inflamación, adelgazamiento de la piel o una elevada concentración de organismos en el sitio de la lesión.1,23

El estudio histopatológico revela grandes cantidades del hongo en la capa córnea de las lesiones, con mínima respuesta inflamatoria. También puede haber escasa hiperqueratosis y acantosis o un poco de infiltrado linfocítico perivascular superficial, ambos más evidentes en las lesiones hiperpigmentadas.26

El tratamiento inicial es tópico; de varias semanas de duración; y consistente de lociones, cremas o jabones con ácido salícilico y azufre 1-3%, ketoconazol 2%, terbinafina 1%, imidazoles tópicos en cremas o solución (1-2%), butenafina o derivados de piridona como cliclopiroxolamina y griseofulvina tópicos. También se han propuesto tratamientos orales cuando son muchas las regiones afectadas o bien, cuando la respuesta al tratamiento tópico es mala.28,29

Las recaídas son comunes: 60% antes de un año y 80% en un periodo de dos años. Las manchas hipocrómicas residuales pueden persistir aun después de la curación.28

Diagnóstico

El diagnóstico de PV en consultorio requiere de la luz de Wood, que sirve incluso para detectar lesiones subclínicas al producir una fluorescencia de color dorado o amarillo verdoso.13,28

No obstante, el estándar de oro es el examen directo, para lo cual se obtendrá una muestra pegando un trozo de cinta adhesiva sobre la lesión y luego de retirarla, colocar la biopsia de inmediato en un portaobjetos con tinta Parker® azul (prueba de Scotch tape®). El análisis microscópico revelará esporas de 4 a 8 micrómetros y filamentos fragmentados cortos, de 2 a 4 micrómetros.4,,8,14,15,28

El cultivo, que no es una prueba de rutina, suele llevarse a cabo en investigaciones. A tal fin, se obtienen escamas por raspado con bisturí o portaobjetos y se inoculan en medios enriquecidos con ácidos grasos, como Dixon modificado, Leeming y Notman, o Agar Dextrosa Sabouraud con aceite de oliva (algunos laboratorios utilizan el medio CHROMagar Malassezia). La muestra se incuba a 32oC durante 10 días,4,14,15,30 y las cepas se diferencian por sus características bioquímicas y fisiológicas.4,7,8,15,16,21,22,25,30,31,32 (Figuras 1 y 2)

Figura 1. M. globosa, aspecto microscópico.

 

Figura 2. M. globosa, en cultivo.

También se han desarrollado métodos moleculares para una mejor identificación de las especies, pero por su alto costo se emplean, sobre todo, en proyectos de investigación. Entre los métodos desarrollados se cuentan PCR fingerprinting, cariotipificación, DGGE (electroforesis en gel con gradiente de desnaturalización), RAPD-PCR (amplificación aleatoria de ADN polimórfico), AFLP (polimorfismo de longitud de fragmento amplificado), y PCR-REA.22,24,31 Este último sistema, basado en PCR y análisis con endonucleasa de restricción, permite distinguir 7 especies de Malassezia y se ha utilizado para evaluar la concordancia de los métodos fenotípicos y moleculares en la identificación de especies de Malassezia.2,31

El polimorfismo de longitud de fragmento amplificado o AFLP es una técnica útil para la identificación rápida y fidedigna de especies de Malassezia. Esta técnica tiene la capacidad de ensayar un mayor número de loci para polimorfismos que los estudiados con técnicas basadas en PCR y además, permite descubrir patrones epidemiológicos importantes entre las especies de Malassezia, así como discriminar entre las distintas cepas de este género cuando no es posible identificarlas con pruebas fisiológicas.34 El análisis del polimorfismo de longitud de fragmentos de restricción amplificados por PCR o PCR-RFLP, permite diferenciar varias especies entre sí o incluso poblaciones dentro de una misma especie.33Por último, se han utilizado las técnicas de electroforesis en gel de campo pulsado (PFGE) y análisis de secuencia para determinar variabilidad genética intraespecífica del género Malassezia.35

Fisiología, bioquímica y patogenia de Malassezia

El género Malassezia utiliza lípidos como única fuente de carbono. Este organismo no fermenta azúcares, no requiere vitaminas, oligoelementos ni electrolitos; usa metionina como única fuente de sulfuro; y utiliza aminoácidos y sales de amonio como fuente de nitrógeno. Malassezia no es capaz de formar ácidos grasos de cadena larga debido al bloqueo de novo de la síntesis de ácido mirístico, por lo que requiere de la adición de ácidos grasos preformados para su desarrollo in vitro.23,26

Malassezia posee una gran capacidad queratolítica y produce una enzima con actividad lipoxigenasa con producción de lipoperóxidos que pueden dañar las membranas celulares e interferir con la actividad celular.1 M. furfur, produce alcaloides indólicos capaces de disminuir la cascada inflamatoria, como el indol pityriarubins,que inhibe el estallido respiratorio de los neutrófilos humanos; también se ha señalado al indol malassezin como inductor de la apoptosis en melanocitos humanos.6

Metaboliza ácidos grasos –como araquidónico y vaccénico– liberando ácido azelaico como uno de los metabolitos. Este ácido inhibe la acción de la enzima dopa-tirosinasa, la cual bloquea el paso de tirosina a melanina, lo cual conduce al desarrollo de manchas de aspecto hipocrómico. Estudios histopatológicos de la piel de las áreas afectadas revelan la presencia de melanosomas más pequeños que los encontrados en la piel normal.37

El crecimiento de las levaduras de Malassezia es inhibido por la luz UV, por lo que Pityriacitrin actúa como filtro UV. Este compuesto indólico reduce la sensibilidad de Malassezia furfur a la radiación UV, ayudando a que el hongo sobreviva en su hábitat natural (la dermis superior humana) cuando se encuentra expuesto a la luz;39es posible que esto contribuya también a la disminución de la sensibilidad UV de las áreas despigmentadas en pitiriasis versicolor.38

Pityrialactone es otro indol que podría contribuir a la tonalidad verde fluorescente que se observa en la piel afectada cuando las lesiones son expuestas a la luz de Wood.38

Epidemiología

Desde 1996, a partir de la revisión taxonómica de Guého y Guillot, diversos investigadores han implementado una serie de estudios basados en la nueva clasificación del género y en las más recientes técnicas de identificación,13y las variaciones de sus resultados se deben a las distintas poblaciones y regiones climáticas estudiadas, amén de la técnica empleada para la identificación. El Cuadro 1 muestra algunos de los estudios realizados.

Cuadro 1. Estudios epidemiológicos de pitiriasis versicolor.

Malassezia sympodialis y M. furfur han sido descritas como los principales agentes etiológicos de pitiriasis versicolor en lugares de clima tropical y subtropical.16,19,20 En México, un equipo de investigación aisló M. globosa en 46% de su población de estudio (con M. sympodialis en segundo lugar: 18%), detectando también asociaciones en 27% de los aislamientos, en particular: M. sympodialis con M. restricta y M. globosa; M. globosa con M. sympodialis; y M. furfur con M. restricta.4

Aunque se han publicado resultados similares en India, Irán y algunas regiones de Argentina (M. sympodialis en 51-54% de los casos),8,15,17,42 esas estadísticas difieren mucho de las de Israel47, Túnez18 y Grecia,44donde la gran mayo-ría de los aislamientos consistió de M. globosa (77-97%).

En los estudios PV realizados en regiones de clima templado, M. globosa fue el principal agente etiológico aislado, con porcentajes que oscilan de 45% a 97%, y marcadas diferencias entre el primero y el segundo agente aislado (que, en buena medida, fueron M. furfur y M. sympodialis). Dos estudios que utilizaron la tipificación molecular sugieren que el porcentaje de aislamiento de M. globosa es marcadamente más alto que en esa metodología que con pruebas fisiológicas (77%-97%).

En regiones con clima tropical y subtropical, los resultados son muy variados. El aislamiento de M. globosa como primer agente etiológico de pitiriasis versicolor se logró solamente en Allahabad, India, con una diferencia de 24% entre el primero y segundo agente aislado (M. furfur).

Se ha sugerido que la variación metodológica para la determinación de la especie no influye de manera importante en los resultados de estudios epidemiológicos de Malassezia en pitiriasis versicolor, y que las diferencias dependen más de aspectos regionales y climáticos –sobre todo a la luz de una serie de estudios realizados en climas templados, que produjeron un notable porcentaje de aislamientos de M. globosa como el principal agente etiológico de pitiriasis versicolor, mientras que los resultados obtenidos en los nueve estudios incluidos en esta revisión, realizados en regiones tropicales y subtropicales, se identificaron tres agentes etiológicos principales: M. globosa4,18,44,47, M. furfur16 y M. sympodialis8,15,17,42.

Conclusiones

A partir de la literatura revisada, es posible concluir que el principal agente etiológico de pitiriasis versicolor en regiones con clima templado es Malassezia globosa, mientras que en regiones de clima tropical y subtropical las especies más comunes son M. sympodialis, M. furfur y M. globosa. Sin embargo, para llegar a una conclusión definitiva, es necesario llevar a cabo un exhaustivo estudio epidemiológico de escala global, donde la toma de muestras e identificación se fundamente en una metodología y protocolo únicos, abarcando las distintas regiones climáticas y con estrecha colaboración entre los equipos de investigación.

REFERENCIAS

  1. Giusiano GE. “Malassezia Estado del conocimiento y perspectivas en su estudio”. Revista Argentina de Microbiología 2006; 38: 41-48.
  2. Guillot J, Deville M, Berthelemy M, Provost F, Guého E. “A single PCR-restriction endonuclease analysis for rapid identification of Malassezia species”. Letters in Applied Microbiology 2000; 31: 400-403.
  3. Santos F, Werner S, Pagani B, Ivo J. “Reclassification of Malassezia species: a review of its clinical and laboratory significance”. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial 2002; 38: 199-204.
  4. Hernández F, Méndez LJ, Bazán E, Arévalo A, Valera A, López R. “Especies de Malassezia asociadas a diversas dermatosis y a piel sana en población mexicana”. Rev Iberoam Micol 2003; 20: 141-144.
  5. Rincón S, Celis A, Sopó L, Motta A, Cepero MC. “Malassezia yeast species isolated from patients with dermatologic lesions”. Biomédica 2005; 25: 189-195.
  6. Gaitanis G, Magiatis P, Hantschke M, Bassukas ID, Velegraky A. “The Malassezia Genus in Skin and Systemic Diseases”. Clinical Microbiology Reviews 2012; 25: 106-141.
  7. Salah SB, Makni F, Marrakchi S, Sellami H, Cheikhrouhou F, Bouassida S, Zahaf A, Ayadi A. “Identification of Malassezia species from Tunisian patients with pityriasis versicolors and normal subjects”. Mycoses 2005; 48: 242-245.
  8. Tarazooie B, Kordbacheh P, Zaini F, Zomorodian K, Saadat F, Zeraati H, Hallaji Z, Rezaie S. “Study of distribution of Malassezia species in patients with pitiriasis Versicolor and healthy individuals in Tehran, Iran”. BMC Dermatology 2004; 4:5.
  9. Ballesté R, Fernández N, Calegari L, Gezuele E. “Pitiriasis Versicolor en lactantes”. Rev Med Uruguay 2000;16: 257-260.
  10. Cabañes FJ, Vega S, Castellá G. “Malassezia cuniculi sp. Nov., a novel yeast species isolated from rabbit skin”. Medical Micology 2011; 49: 40-48.
  11. Giusiano G, Sosa MA, Rojas F, Vanacore ST, Mangiaterra M. “Prevalence of Malassezia species in pityriasis versicolor lesions in northast Argentina”. Rev Iberoam Micol 2010; 27: 71-74.
  12. Chang HJ, Miller HL, Watkins N, Arduino MJ, Ashford DA, Midgley G, Aguero SM, Pinto-Powell S, Reyn FV, Edwards W, McNeil MM, Jarvis WR, “An Epidemic of Malassezia pachydermatis in an Intensive Care Nursery associated with colonization of health care workers’ pet dogs”. N Eng J Med 1998; 338: 706-711.
  13. Crespo-Erchiga V, Gómez-Moyano E, Crespo M. “Controversias en Dermatología. La Pitiriasis Versicolor y las levaduras del género Malassezia”. Actas Dermosifiliogr 2008; 99: 764-771.
  14. Miranda KC, Rodrigues C, Soares AJ, Lemus J, Hasimoto LK, Rodrigues MR. “Identification of Malassezia species in patients whith pitiriasis versicolor in Goiania-Go”. Revista de Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 2006; 39: 582-583.
  15. Ramadán S, Sortino M, Bulacio L, Marozzi ML, López C, Ramos L. “Prevalence of Malassezia species in patients with pityriasis versicolor in Rosario, Argentina”. Rev Iberoam Micol 2012; 29: 14-19.
  16. Krisanty RI, Bramono K, Made Wisnu I. “Identification of Malassezia species from pityriasis versicolor in Indonesia and its relationship with clinical characteristics”. Mycoses 2009; 52: 257-262.
  17. Rasi A, Naderi R, Behzadi AH, Falahati M, Farehyar S, Honarbakhsh Y, Akasheh AP. “Malassezia yeast species isolated from Iranian patients with pityriasis versicolor in a prospective study”. Mycoses 2009; 53: 350-355.
  18. Trabelsi S, Oueslati J, Fekih N, Kammoun MR, Khaled S. “Identification of Malassezia species from Tunisian patients with pityriasis versicolor”. La Tunisie Medicale 2010; 88: 72-74.
  19. Ochoa MM. “Estudio de las especies de Malassezia, relacionadas con la patología cutánea Pitiriasis versicolor en Panamá”. Universidad de Granada, Universidad de Panamá, Tesis doctoral 2006.
  20. Petry V, Tanhausen F, Weiss L, Milan T, Mezzari A. “Identification of Malassezia yeast species isolated from patients with pytiriasis versicolor”. Ann Bras Dermatol 2011; 86: 803-806.
  21. Tango E, Vargas J. “Caracterización fenotípica de las especies del género Malassezia aisladas de pacientes con Pitiriasis versicolor en Santa Cruz Bolivia”. Rev. De Enfermedades Infecciosas y Tropicales 2009; 1: 33-36.
  22. González A, Sierra R, Cárdenas ME, Grajales A, Restrepo S, Cepero MC, Celis A. “Physiological and Molecular Characterization of Atypical Isolates of Malassezia furfur”.J Clin Microbiol 2009; 47: 48-53.
  23. Ashbee HR, Evans EG. “Immunology of Diseases Associated with Malassezias Species”. Clin Microbiol Reviews 2002; 15: 21-57.
  24. Theelen B, Silvestri M, Guého E, Belkum A, Boekhout T. “Identification and typing of Malassezia yeasts using amplified polymorphic DNA (RAPD) and denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE)”. FEMS Yeast Research 2001;1:79-86.
  25. Batra R, Boekhout T, Guého E, Cabañes FJ, Dawson Jr TL, Gupta AK. “Malassezia Baillon, emerging clinical yeasts”. FEMS Yeast Research 2005; 5:1101-1113.
  26. Al-Fouzan AS, Yassin AM. “Pityriasis versicolor: Histopathological study”. Gulf J Dermatol Venereol 2012; 19: 35-42.
  27. Arenas R, Isa R, Cruz AC. “Pitiriasis versicolor en Santo Domingo, República Dominicana. Datos Morfológicos de Malassezia spp. In vivo en 100 casos”. Rev Iberoam Micol 2001; 18: 29-32.
  28. Arenas R. Micología Médica ilustrada, 4ª ed. México. McGraw Gill 2011: 99, 102-103, 464, 467.
  29. Prevención, diagnóstico y tratamiento en el primer nivel de atención, México: Secretaría de Salud, 2008. http://www.cvsp.cucs.udg.mx/guias/TODAS/SSA_018_08_PITIRIASIS_VERSICOLOR/SSA_018_08_EyR.pdf
  30. Kaneko T, Makimura K, Abe M, et al. “Revised Culture-Based System for Identification of Malassezia Species”. J Clin Microbiol 2007; 45: 3737-3742.
  31. Canteros CL, Rivas MC, Lee W, Perrotta D, Bosco-Borgeat ME, Davel G. “Concordancia entre características fenotípicas y PCR-REA en la identificación de especies de Malassezia”. Rev Iberoam Micol 2007; 24: 278-282.
  32. Shams M, Razzaghi M. “Rapid Identification of Malassezia furfur from other Malassezia Species: A major Causative Agent of Pityriasis versicolor”. IJMS 2004; 29: 36-39.
  33. Salas E, Arenas R. “Biología Molecular”. En Micología Médica, Dermatología Venezolana 2001; 39: 7-10.
  34. Gupta AK, Boekhout T, Theelen B, Summerbell R, Batra R. “Identification and Typing of Malassezia Species by Amplified Fragment Length Polymorphism and Sequence Analyses of the Internal Transcribed Spacer and Large-Subunit Regions of Ribosomal DNA”. J Clin Microbiol 2004; 42: 4253-4260.
  35. Celis AM, Cepero MC. “Polimorfismos Genéticos de aislamientos del Género Malassezia obtenidos en Colombia de pacientes con lesión dermatológica y sin ella”. Biomédica 2005; 25: 481-487.
  36. Galperin MY. “Genomics update, Social bacteria and asocial eukaryotes”. Environ Microbiol 2008; 10: 282-288.
  37. Mendez LJ. “Pathogenesis of dermatophytosis and tinea versicolor”. Clin Dermatol 2010; 28: 185-189.
  38. Krâmer HJ, Kessler D, Hipker UC, Irlinger B, Hort W, Bôdeker RH, Steglich W, Mayser P. “Pityriarubins, Novel Highly Selective Inhibitors of Respiratory Burst from Cultures of the Yeast Malassezia furfur: Comparasion with the Bisindolylmaleimide Arcyriarubin A”. Chem Bio Chem 2005; 6: 2290-2297.
  39. Machowinski A, Krâmer HJ, Hort W, Mayser P. “Pityriacitrin – a potent UV filter produced by Malassezia furfur and its effect on human skin microflora”. Mycoses 2006; 49: 388-392.
  40. Hammer KA, Carson CF, Riley TV. “In Vitro Activities of Ketoconazole, Econazole, MIconazole, and Melaleuca alternifolia (Tea Tree) Oil against Malassezia Species”. Antimicrob Agents Chemother 2000; 44:467-469.
  41. Crespo V, Ojeda A, Vera A, Sanchez F. “Malassezia globosa as the causative agent of pityriasis versicolor”. Br J Dermatol 2000; 143: 799-803.
  42. Dutta S, Bajaj AK, Basu S, Dikshit A. “Pityriasis versicolor: socioeconomic and clinic-mycologic study in India”. Int Soc Dermatol 2002; 41: 823-824.
  43. Prohic A, Ozegovic L. “Malassezia species isolated from lesional and non-lesional skin in patients with pityriasis versicolor”. Mycoses 2006; 50: 58-63.
  44. Gaitanis G, Velegraki A, Alexopoulos EC, Chapasi V, Tsigonia A, Katsambas A. “Distribution of Malassezia species in pityriasis versicolor and seborrhoeic dermatitis in Greece. Typing of the major pityriasis versicolor isolate M. globosa”. Br J Dermatol 2006; 154 :854-859.
  45. Framil VMS, Walderez M, Zaitz C, Melhem MSC, “Corneta EC. Pityriasis versicolor: isolation and identification of the main species of Malassezia”. Ann Bras Dermatol 2010; 85: 111-114.
  46. Karakas M, Turac-Bicer A, Ilkit M, Durdu M, Seydaoglu G. “Epidemiology of pityriasis versicolor in Adana, Turkey”. J Dermatol 2009; 36: 377-382.
  47. Lyakhovitsky A, Shemer A, Amichai B. “Molecular analysis of Malassezia species isolated from Israeli patients with pityriasis versicolor”. Int J Dermatol 2013; 52: 231-233.
  48. Gupta AK, Kohli Y, Faergemann J, Summerbell RC. “Epidemiology of Malassezia yeasts associated with pityriasis versicolor in Ontario, Canada”. Med Mycol 2001; 39: 199-206.
  49. Fergemann J. “Atopic dermatitis and fungi”. Clin Microbiol Review 2002; 15: 545-563.